معلومة

علاقة الحمض النووي لجين حقيقي النواة بـ 5'-UTR من mRNA الخاص به


في حقيقيات النوى pre-mRNA ، أواجه مشكلة صغيرة في استيعاب ما تُعرَّف به المنطقة الأساسية الخمسة غير المترجمة بالضبط.

يبدو أنه يمكن تعريفه على أنه الفرق في pre-mRNA بين النسخ والترجمة ، هل هذا صحيح؟

إذا كان الأمر كذلك ، فهل يبدأ النسخ فور انتهاء تسلسل المحفز؟ مباشرة بعد انتهاء منطقة المروج على الحمض النووي ، هل يصبح النيوكليوتيد التالي جزءًا من 5'UTR؟


إجابة موجزة

تُشتق منطقة 5'-UTR من mRNA حقيقية النواة من نسخة RNA لمنطقة الجين بين موقع بدء النسخ والحمض النووي المقابل لكودون البدء الترجمي. إنه يختلف عن تلك المنطقة من النسخة الأولية في معظم الحالات عن طريق إضافة نيوكليوتيد غوانوزين معدل في نهاية 5 'في بنية "غطاء" ، وفي بعض الحالات عن طريق عدم وجود intron الموجود في السابق.

موقع بدء النسخ (TSS) والمُروّج

هذه الإجابة من حيث TSS بدلاً من "منطقة المروج" أو "تسلسل المحفز" ، التي يفضلها السائل لأنه في حقيقيات النوى ، على الأقل ، لا يوجد تسلسل محفز بسيط ويمكن تحديده بسهولة. تبدأ مراجعة عام 2012 لمحفزات metazoan بالتعريف: "المروجون الجينيون هم مواقع بدء النسخ المتداخلة (TSS) ، حيث يتم دمج المدخلات التنظيمية الإجمالية للجين في معدل بدء النسخ. يتمثل الدور المباشر للمروج في ربط مجمع بدء النسخ ووضعه بشكل صحيح ... ".

يظهر أدناه مخطط مبسط لبعض مكونات المروجين البشريين (مقتبس من مراجعة سابقة بواسطة هان). يختلف موضع "Inr" - مربع البادئ الذي يحتوي على TSS - فيما يتعلق بصندوق TATA (عادةً من -25 إلى -30 في البشر) ، كما هو الحال مع تسلسله. وبالتالي ، حتى تجاهل TSSs البديلة التي ذكرها @ Luke ، لا يمكن تحديد TSS بشكل لا لبس فيه من خلال فحص تسلسل الحمض النووي للجين بالطريقة التي يرغب بها السائل على ما يبدو.

كودون بدء الترجمة

وتجدر الإشارة إلى أنه ليس من الممكن أيضًا تحديد كودون البدء متعدية الرنا المرسال بشكل لا لبس فيه من خلال فحص تسلسل الحمض النووي للجين. على الرغم من أن 90٪ أو أكثر من الحالات تتبع قاعدة Kozak ، بحيث تتوافق مع ATG الأول ، فقد تتوافق في بعض الحالات مع ATG الثاني ، وفي أقلية صغيرة - حيث يحدث البدء الداخلي - مع بعض ATG البعيدة. هناك أيضًا عدد قليل جدًا من الأمثلة لبدء الترجمة في رموز أخرى غير AUG.

الإنترونات في مناطق 5'-UTR من pre-mRNA

إن التبرير الشائع لطبيعة intron / exon لحقيقية النواة pre-mRNA هو من حيث التضفير البديل لإنتاج متواليات بروتينية مختلفة. ربما بسبب هذا ، غالبًا ما يتم تجاهل وجود الإنترونات في النسخة الأولية التي تحتوي على 5'- و 3'-UTRs (انظر Bicknell وآخرون. للمراجعة). في الواقع ، تحتوي حوالي 35٪ من سلائف 5'-UTR على إنترونات ، غير موجودة في الرنا المرسال الناضج.

5'-capping of eukaryotic mRNA

الغالبية العظمى من mRNAs حقيقية النواة لها غطاء في نهاية 5'، يتم إنتاجه عن طريق إضافة نيوكليوتيد guanosine في رابط 5'-5 'بيروفوسفات إلى 5'-المتبقية (عادةً A) من pre-mRNA. تتم ميثلة هذا لاحقًا عند الكربون -7 ؛ و 2'-O-methylation من الريبوز للنيوكليوتيدات اللاحقة أو النوكليوتيدات اللاحقة.

هامش

على الرغم من أن "DNA يصنع RNA يصنع البروتين" ، إلا أنني أعتقد أنه من المهم وصف خصائص جزيئات المعلومات من حيث تركيبها الفعلي. وبالتالي ، يجب تعريف 5'-UTR من حيث mRNA ، وليس المروجين أو exons. إذا أشار أحدهم إلى محتوى المعلومات في الحمض النووي أو الحمض النووي الريبي ، فأعتقد أنه يجب استخدام شكل من الكلمات لتوضيح ذلك. يمكن أن تؤدي أشكال الكلمات المشوشة بسهولة إلى التفكير المشوش.


اجابة قصيرة

يتضمن UTR 5 'على mRNA تسلسلًا من موقع بدء النسخ (TSS) إلى أول exon. عادة ما ترتبط المروجين مع TSS المقابلة.

يعد الجواب

عند تحديد UTR ، يجب أن نفكر في المكان الذي يبدأ فيه النسخ. يبدأ النسخ بالمعنى الدقيق للكلمة في موقع بدء النسخ (TSS). موقع ويب مفيد للحصول على تعريفات دقيقة لمصطلحات مثل هذا هو Sequence Ontology - انظر هنا للحصول على تعريف TSS (رابط) - على الرغم من أنه من المسلم به في هذه الحالة أنه لا يوفر معلومات أكثر من ذلك (أي أن TSS هو المكان الذي يبدأ فيه النسخ ... قد تجمعوا من الاسم). سيكون لـ TSS منطقة محفز مرتبطة ، حيث يتم ربط بوليميراز الحمض النووي الريبي (والعديد من المنظمين وعوامل النسخ).

للتوسع: قد يكون للجين العديد من المواد الصلبة الذائبة التي يمكن الترويج لها في ظل ظروف مختلفة (على سبيل المثال مع وجود عوامل مختلفة). لذلك لدينا مفهوم منطقة TSS "منطقة الجين من 5 'الأكثر TSS إلى 3' TSS" (رابط). يجب تحديد TSS تجريبيًا ، ويبدو أنه يختلف حسب الأنسجة (قاعدة بيانات لجميع TSS المعروفة تجمع الأدلة منذ عام 2002: DBTSS). لقد أجريت للتو بحثًا عن الجين APOE (مركز حقوق الإنسان 19) وهذا مقتطف صغير من البيانات المقدمة ، فقط لإعطاء فكرة:

من DBTSS

لذا فإن TSS للجين يعتمد على السياق على وقت / مكان إنتاج النص.

أثناء البحث عن مزيد من المعلومات ، وجدت ورقة تصف UTR 5 على مرنا، وهي ليست بالضرورة نسخة طبق الأصل من الحمض النووي الجيني (على سبيل المثال بإضافة الغطاء). إليك الفقرة والرسم البياني المقابل ، الذي يشرحها بشكل أفضل مما يمكنني إعادة صياغته (تمييز من قبلي):

يتم التوسط في التحكم في النسخ بواسطة عوامل النسخ ، بوليميريز الحمض النووي الريبي وسلسلة من رابطة الدول المستقلة- عناصر الفاعلية الموجودة في الحمض النووي ، مثل المحفزات والمعززات وكاتمات الصوت وعناصر التحكم في الموقع ، منظمة في بنية معيارية وتنظم إنتاج جزيئات ما قبل mRNA ، والتي تخضع لعدة خطوات من المعالجة قبل أن تصبح mRNAs وظيفية. تتم إزالة الإنترونات ، تمت إضافة هيكل غطاء 7-methyl-guanylate (m7G) في نهاية 5 'من exon الأول، وتمت إضافة 100-250 من بقايا الأدينين (ذيل بولي (A)) في نهاية 3 'من آخر إكسون ، والتي تتولد نفسها عن طريق انقسام حال النواة للنسخة الأولية. في بعض الأحيان يتم تغيير تسلسل mRNA أيضًا في عملية تسمى تحرير mRNA ، ويختلف تسلسل الترميز الناتج للحمض النووي الريبي الناضج عن التسلسل المقابل في الجينوم. يحتوي mRNA الناضج الناتج ، في حقيقيات النوى ، على بنية ثلاثية تتكون من 5 'منطقة غير مترجمة (5' UTR) ، وهي منطقة تشفير مكونة من أكواد ثلاثية ، كل منها يشفر حمض أميني و 3 منطقة غير مترجمة (3 'UTR) . يوضح الشكل 1 هذه الميزات وغيرها من mRNAs.

شكل 1: البنية العامة لمرنا حقيقية النواة ، توضح بعض العناصر التنظيمية بعد النسخ التي تؤثر على التعبير الجيني. الاختصارات (من 5 'إلى 3'): UTR ، منطقة غير مترجمة ؛ m7G ، غطاء 7-ميثيل غوانوزين ؛ دبوس الشعر ، هياكل ثانوية تشبه دبوس الشعر ؛ uORF ، إطار القراءة المفتوح المنبع ؛ IRES ، موقع دخول الريبوسوم الداخلي ؛ CPE ، عنصر بولي أدينيل السيتوبلازمي ؛ AAUAAA ، إشارة عديد الأدينيل.

المرجعي: Mignone ، F. ، Gissi ، C. ، Liuni ، S. ، & Pesole ، G. (2002). مناطق غير مترجمة من الرنا المرسال. بيولوجيا الجينوم ، 3 (3). http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11897027

المروجين

لاختتام إجابتي (أعتذر عن عدم الإيجاز) ، هناك أنواع مختلفة من المروجين ، لا تتضمن جميعها بشكل مباشر TSS ، ولكن يُطلق على غالبية المروجين اسم "المروجين الرئيسيين" ويتضمنون TSS (بالإضافة إلى RNA موقع ربط البوليميراز ، ومواقع ارتباط عامل النسخ الأخرى).

  • قاعدة بيانات المروج حقيقية النواة
  • دريوس آر وآخرون. EPD و EPDnew ، موارد مروج جديدة عالية الجودة في عصر تسلسل الجيل التالي من الأحماض النووية Res. 2013 يناير ؛ 41. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23193273

UTR هي منطقة نسخة المنبع لميثيونين البدء. لا يتم نسخ المروج نفسه.


النسخ حقيقيات النوى

تؤدي بدائيات النوى وحقيقيات النوى في الأساس نفس عملية النسخ ، مع بعض الاختلافات الرئيسية. الاختلاف الأكثر أهمية بين بدائيات النوى وحقيقيات النوى هو النواة والعضيات المرتبطة بالغشاء الأخير. مع وجود الجينات الموجودة في النواة ، يجب أن تكون الخلية حقيقية النواة قادرة على نقل mRNA الخاص بها إلى السيتوبلازم ويجب أن تحمي mRNA الخاص بها من التدهور قبل أن تتم ترجمتها. تستخدم حقيقيات النوى أيضًا ثلاثة أنواع مختلفة من البوليميرات التي يقوم كل منها بنسخ مجموعة فرعية مختلفة من الجينات.


تنظيم الجينات

يوثق تنظيم الجينات وقائع ندوة CETUS-UCLA & quot & quot & quot & quot & quot؛ تنظيم الجينات & quot & quot & التي عقدت في Keystone ، بولاية كولورادو في مارس / أبريل 1982. كان هذا أول اجتماع يركز على تنظيم التعبير الجيني حقيقي النواة منذ النضج في تقنية الحمض النووي المؤتلف. الكتاب منظم إلى أربعة أجزاء. يقدم الجزء الأول دراسات حول بنية الجينات حقيقية النواة ، بما في ذلك التنظيم والأساس الجزيئي للتعبير التفاضلي لجينات الفأر ذات السلسلة الخفيفة ونسخ الجين الغلوبين ومعالجة الحمض النووي الريبي واستنساخ الجين الكروموسومي البشري α1-antitrypsin ومقارنتها الهيكلية مع جين الترميز الجيني للدجاج للألبومين البيضاوي. يتضمن الجزء الثاني حول بنية الكروماتين أوراقًا عن حساسية نوكلياز الجين البيضوي وتسلسلات الحمض النووي المرافقة له وعلاقة بنية الكروماتين بتسلسل الحمض النووي. يتضمن الجزء الثالث المتعلق بالتعبير الجيني أوراقًا عن دور poly (A) في استقلاب mRNA حقيقية النواة والنسخ المختبر لجينات Drosophila tRNA. يتضمن الجزء الرابع الخاص بالبيولوجيا الخلوية دراسات مثل أهمية الكالمودولين للخلايا حقيقية النواة.

يوثق تنظيم الجينات وقائع ندوة CETUS-UCLA & quot & quot & quot & quot & quot؛ لائحة الجينات & quot & quot & التي عقدت في Keystone ، بولاية كولورادو في مارس / أبريل 1982. كان هذا أول اجتماع يركز على تنظيم التعبير الجيني حقيقي النواة منذ النضج في تقنية الحمض النووي المؤتلف. الكتاب منظم إلى أربعة أجزاء. يقدم الجزء الأول دراسات حول بنية الجينات حقيقية النواة ، بما في ذلك التنظيم والأساس الجزيئي للتعبير التفاضلي لجينات الفأر ذات السلسلة الخفيفة ونسخ الجين الغلوبين ومعالجة الحمض النووي الريبي واستنساخ الجين الكروموسومي البشري α1-antitrypsin ومقارنتها الهيكلية مع جين الترميز الجيني للدجاج للألبومين البيضاوي. يتضمن الجزء الثاني حول بنية الكروماتين أوراقًا عن حساسية نوكلياز الجين البيضوي وتسلسلات الحمض النووي المرافقة له وعلاقة بنية الكروماتين بتسلسل الحمض النووي. يتضمن الجزء الثالث المتعلق بالتعبير الجيني أوراقًا عن دور poly (A) في استقلاب mRNA حقيقية النواة والنسخ المختبر لجينات Drosophila tRNA. يتضمن الجزء الرابع الخاص بالبيولوجيا الخلوية دراسات مثل أهمية الكودولين للخلايا حقيقية النواة.


ما هو هيكل الجينات حقيقية النواة

بنية الجينات حقيقية النواة هي تنظيم الجينات حقيقية النواة في الجينوم. هنا ، في بنية الجينات حقيقية النواة ، الميزة الأكثر أهمية هي وجود الإنترونات بين إطار القراءة المفتوح ، وتقسيمها إلى أجزاء تسمى exons. ستبقى exons فقط في mRNA الناضج حيث تحدث إزالة الإنترونات أثناء تعديلات ما بعد النسخ في عملية تسمى الربط RNA. بشكل عام ، تسلسل الإنترونات أطول من تسلسلات إكسون. بمجرد التقسيم ، يحتوي mRNA حقيقيات النوى على منطقة ترميز بروتين واحدة مستمرة. بصرف النظر عن ذلك ، تمت إضافة غطاء 5 بوصات وذيل 3 بوصات بولي أ إلى حقيقيات النوى mRNA لزيادة الاستقرار.

الشكل 2: هيكل الجينات حقيقية النواة

ومع ذلك ، على عكس بدائيات النوى ، لا تشكل الجينات حقيقية النواة مجموعات تنظمها العناصر التنظيمية المشتركة. بالإضافة إلى ذلك ، كل جين حقيقي النواة له محفز خاص به وعناصر تنظيمية أخرى. لذلك ، يحتوي مرنا حقيقيات النوى دائمًا على إطار قراءة مفتوح واحد.


نهج جزيء واحد لتعديلات الحمض النووي الريبي

التسلسل أحادي الجزيء لديه القدرة على توفير دقة على مستوى القاعدة لمواقع m 6 A ، دون الحاجة إلى الاستدلال القائم على الدافع. النظام الأساسي الأكثر شيوعًا لطريقة التسلسل هذه الموجودة حاليًا في السوق هو جزيء واحد ، تقنية الوقت الفعلي (SMRT) (Pacific Biosciences). يستخدم تسلسل SMRT الآلاف من الأدلة الموجية ذات الوضع الصفري (ZMWs) لالتقاط إنزيم في الوقت الفعلي ، وهو تقليديًا بوليميريز الحمض النووي ، حيث يدمج نيوكليوتيدات الفلورسنت في البوليمر [45]. تتميز طريقة المراقبة الجزيئية هذه بميزة اكتشاف كل من المعلومات الوراثية والجينية في وقت واحد ، نظرًا لأن أنماط دمج القاعدة بواسطة البوليميراز تعتمد على السياقات الفراغية والمتسلسلة للقواعد الموجودة في النموذج [46]. على وجه التحديد ، في حالة وجود قاعدة معدلة في القالب ، تتأثر الديناميات الفيزيائية الحيوية لحركة بوليميراز الحمض النووي ودمج القاعدة ، مما يؤدي إلى إنشاء توقيع حركي فريد قبل وأثناء وبعد دمج القاعدة ، وبالتالي تمكين تحديد تعديلات DNA معينة [47].

هنا ، أبلغنا عن تطبيق جديد لهذه التقنية ، والذي يمكن استخدامه لاكتشاف القواعد المعدلة داخل RNA ، بما في ذلك مواقع m 6 A. لتوصيف مواقع m 6 A في RNA بدقة أحادية النوكليوتيدات ، استخدمنا نسخة عكسية كإنزيم داخل ZMW ، بدلاً من بوليميريز DNA ، وقد سمح هذا الاستبدال بالمراقبة المباشرة لتخليق cDNA في الوقت الفعلي. بينما يحدث التضمين الأساسي أثناء النسخ العكسي عادةً بسرعات قياسية ، أظهر دمج مواقع m 6 A المصممة صناعياً أن هناك زيادة كبيرة في المدة بين النبضات (IPD) عند وجود أدينوزين ميثيل في قالب RNA ، نسبة إلى IPD للأدينوزين القياسي (الشكل 4). على حد علمنا ، يمثل هذا أول عرض للتوقيع الحركي القائم على النسخ العكسي والذي يمكنه اكتشاف الحمض النووي الريبي المعدل مباشرة. ومع ذلك ، فإن تكنولوجيا الجزيء الواحد الحالية لا تخلو من تحدياتها الخاصة. أولاً وقبل كل شيء ، تتلعثم النسخ العكسية عند دمج القواعد ، مما يعقد القراءة الدقيقة لتمددات homonucleotide والدقة الأساسية لـ m 6 A فيها. ثانيًا ، الإنتاجية الحالية منخفضة جدًا بالنسبة للنُهج على مستوى النسخ. على الرغم من هذه التحذيرات ، فإن تقنية SMRT لديها القدرة الواضحة على اكتشاف التغيير الظاهر الأساسي في قالب الحمض النووي الريبي الأصلي.

تسلسل جزيء واحد من الحمض النووي الريبي للكشف عن التغيرات فوق الصوتية. يُظهر تسلسل SMRT مع Pacific Biosciences RS أوقاتًا أطول (مسافات بين النبضات) لدمج m 6 A مقابل الأدينوزين القياسي. (أ) تصميم تجريبي لاستخدام أساس الحمض النووي في تفاعل النسخ العكسي. يظهر تسلسل القالب غير المعدل ، في تتبع تسلسل جزيء واحد ، التضمين الأساسي عبر تفاعل تخليق cDNA بوساطة النسخ العكسي. (ب) يظهر التسلسل كما هو الحال مع (أ) ، ولكن باستخدام قالب RNA مع m 6 A بدلاً من الأدينوزين العادي. يظهر دمج الثايمينات (T) تأخيرًا كبيرًا (مسافات أطول بين النبضات). أ. لتقف على وحدات عشوائية طبيعية في قياس التألق. (ج) التوافق الأسي للمسافات بين النبضات المرصودة تجريبياً (IPDs). (د) يظهر الفرق بين متوسط ​​IPDs لـ As و m 6 As. متوسط ​​IPD في كل حالة هو عكس معدل الاضمحلال الأسي. تشير أشرطة الخطأ إلى النطاق حول كل IPD متوسط ​​يتضمن 83٪ من IPDs المرصودة (أي ± ½ من الانحراف المعياري للملاءمة الأسية). استخدمنا اختبار Ansari-Bradley في Matlab للتأكد من اختلاف وظائف التوزيع (ص = 0.0043).

وبالمثل ، تقوم Oxford Nanopore Technologies (ONT) وشركات أخرى بتطوير تقنيات التسلسل القائمة على المسام النانوية ، والتي تستخدم البروتينات المكونة لثقب النانو لتسلسل الحمض النووي عن طريق ربط دائرة متكاملة خاصة بالتطبيق بالغشاء الذي يرتكز عليه ثقب النانو. من حيث المبدأ ، يمكن إجراء ملاحظات أي DNA أو قاعدة RNA معدلة أثناء عبور الجزيء عبر ثقب النانو ، وقد تم بالفعل إجراء بعض الملاحظات باستخدام المسام النانوية التي تسمح باكتشاف 5hmC [48]. بينما لا تزال كل هذه التقنيات قيد التطوير ، نلاحظ أن جميع طرق المراقبة المباشرة ، من حيث المبدأ ، لديها القدرة على اكتشاف m 6 A والتعديلات الأخرى على النسخ.


ملخص & # 8211 CDS مقابل [كدنا]

تسلسل الترميز و (كدنا) نوعان من متواليات النوكليوتيدات. يقع تسلسل الترميز داخل الجين بينما يتم تصنيع cDNA بشكل مصطنع. يحتوي تسلسل الترميز على exons واثنين من الكودونات بينما يحتوي cDNA على تسلسل mRNA واثنين من UTRs. يحتوي كل من CDS و cDNA فقط على تسلسل النوكليوتيدات الذي يترجم بالفعل إلى بروتين. لا تحتوي على إنترونات. على عكس CDS ، تتطلب عملية تخليق cDNA إنزيم النسخ العكسي. أيضا ، يمكن تحويل cDNA إلى مكتبات (كدنا). وبالتالي ، هذا يلخص الفرق بين CDS و [كدنا].

المرجعي:

1. "منطقة الترميز". ويكيبيديا، مؤسسة ويكيميديا ​​، 18 أبريل 2020 ، متاح هنا.

الصورة مجاملة:

1. & # 8220 منطقة الترميز في الحمض النووي & # 8221 بواسطة Pragpats & # 8211 العمل الخاص (CC BY-SA 4.0) عبر Commons Wikimedia
2. & # 8220 تشكيل مكتبة cDNA & # 8221 بواسطة PhD Dre في ويكيبيديا الإنجليزية (CC BY-SA 3.0) عبر Commons Wikimedia


علاقة الحمض النووي لجين حقيقي النواة بـ 5'-UTR من mRNA الخاص به - علم الأحياء

علم الاحياء كامبل الفصل 17 (powell_h)

1) أي من التنوعات التالية في الترجمة سيكون غير مواتٍ للخلية؟
أ) ترجمة عديد الببتيدات مباشرة من الحمض النووي
ب) استخدام أنواع أقل من الحمض الريبي النووي النقال
ج) وجود كودون توقف واحد فقط
د) إطالة عمر النصف من الرنا المرسال
هـ) وجود كودون ثانٍ (إلى جانب AUG) ككودون بدء

2) افترض Garrod أن & quot؛ أخطاء التمثيل الغذائي & quot؛ مثل alkaptonuria تحدث بسبب
أ) تتطلب الإنزيمات الأيضية عوامل مساعدة من الفيتامينات ، ويعاني الأفراد المصابون من نقص غذائي كبير.
ب) تصنع الإنزيمات من الحمض النووي ، ويفتقر الأفراد المصابون إلى بوليميراز الحمض النووي.
ج) العديد من الإنزيمات الأيضية تستخدم الحمض النووي كعامل مساعد ، والأفراد المصابون لديهم طفرات تمنع إنزيماتهم من التفاعل بكفاءة مع الحمض النووي.
د) يتم تنفيذ بعض التفاعلات الأيضية بواسطة الريبوزيمات ، ويفتقر الأفراد المصابون إلى عوامل الربط الرئيسية.
هـ) الجينات تملي إنتاج إنزيمات معينة ، والأفراد المصابون لديهم عيوب وراثية تجعلهم يفتقرون إلى إنزيمات معينة.

3) أدت معلومات Garrod حول تغيير الإنزيم الذي أدى إلى الإصابة بالكابتونوريا إلى مزيد من التوضيح لنفس المسار في البشر. تحدث بيلة الفينيل كيتون (PKU) عندما يتم تغيير أو فقد إنزيم آخر في المسار ، مما يؤدي إلى فشل استقلاب فينيل ألانين (phe) إلى حمض أميني آخر: التيروزين. التيروزين هو ركيزة سابقة في المسار تغيرت في بيلة الكابتون. كيف يمكن أن تؤثر بيلة الفينيل كيتون على وجود أو عدم وجود بيلة كابتونية؟
أ) لن يكون لها أي تأثير ، لأن بيلة الفينيل كيتون تحدث على بعد عدة خطوات في المسار.
ب) لن يكون لها أي تأثير ، لأن التيروزين متوفر أيضًا من النظام الغذائي.
ج) يجب أن يعاني أي شخص مصاب ببيلة الفينيل كيتون أيضًا من بيلة كابتونية.
د) يولد أي شخص مصاب ببيلة الفينيل كيتون مع استعداد للإصابة ببول الكابتون في وقت لاحق.
هـ) يعاني أي شخص مصاب ببيلة الفينيل كيتون من أعراض خفيفة للبيلة الكابتونية.

4) تم العثور على القاعدة النيتروجينية الأدينين في جميع أعضاء أي مجموعة؟
أ) البروتينات والدهون الثلاثية والتستوستيرون
ب) البروتينات ، ATP ، والحمض النووي
ج) ATP و RNA و DNA
د) الجلوكوز ألفا ، ATP ، والحمض النووي
ه) البروتينات والكربوهيدرات و ATP

5) ثلاثة توائم معينة من القواعد في حبلا القالب للحمض النووي هي 5 'AGT 3'. الكودون المقابل للـ mRNA المنسوخ هو
أ) 3 "UCA 5".
ب) 3 "UGA 5".
ج) 5 "TCA 3".
د) 3 'ACU 5'.
ه) إما UCA أو TCA ، اعتمادًا على التذبذب في القاعدة الأولى.

6) الشيفرة الجينية هي نفسها بالنسبة لجميع الكائنات الحية. من هذا ، يمكن للمرء أن يفترض منطقيا أي مما يلي؟
أ) يمكن نظريًا التعبير عن جين من كائن حي بواسطة أي كائن حي آخر.
ب) شهدت جميع الكائنات الحية تطورًا متقاربًا.
ج) DNA كان أول مادة وراثية.
د) نفس الكودونات في الكائنات الحية المختلفة تترجم إلى الأحماض الأمينية المختلفة.
ه) الكائنات الحية المختلفة لها أعداد مختلفة من أنواع مختلفة من الأحماض الأمينية.

7) من المعروف الآن أن الشفرة الوراثية & quotuniversal & quot لها استثناءات. يمكن العثور على الدليل على ذلك إذا كان أي مما يلي صحيحًا؟
أ) إذا تم العثور على UGA ، عادةً رمز إيقاف ، لترميز حمض أميني مثل التربتوفان (عادةً ما يتم ترميزه بواسطة UGG فقط).
ب) إذا وجد أن أحد رموز التوقف ، مثل UGA ، له تأثير مختلف على الترجمة عن كودون التوقف الآخر ، مثل UAA.
ج) إذا كانت الكائنات بدائية النواة قادرة على ترجمة mRNA حقيقية النواة وإنتاج نفس البولي ببتيد.
د) إذا تم العثور على عدة أكواد تترجم إلى نفس الحمض الأميني ، مثل السيرين.
هـ) إذا تم العثور على جزيء mRNA واحد يترجم إلى أكثر من عديد ببتيد واحد عندما يكون هناك موقعان أو أكثر من مواقع AUG.

8) أي من الثلاثيات النوكليوتيدات التالية يمثل الكودون بشكل أفضل؟
أ) ثلاثة توائم مفصولة مكانيًا عن ثلاثة توائم أخرى
ب) ثلاثي لا يحتوي على حمض أميني مقابل
ج) ثلاثي في ​​الطرف الآخر من الحمض الريبي النووي النقال من موقع التعلق بالحمض الأميني
د) ثلاثة توائم في نفس إطار القراءة مثل AUG المنبع
ه) تسلسل في الحمض الريبي النووي النقال في نهاية 3

9) أي مما يلي يقدم بعض الأدلة على أن الحمض النووي الريبي ربما تطور قبل الحمض النووي؟
أ) يستخدم بوليميراز الحمض النووي الريبي الحمض النووي كقالب.
ب) RNA polymerase يصنع جزيء واحد تقطعت به السبل.
ج) لا يتطلب بوليميراز الحمض النووي الريبي فكًا موضعيًا للحمض النووي.
د) يستخدم بوليميراز الدنا مادة أولية ، وعادة ما تكون مصنوعة من الحمض النووي الريبي.
ه) بوليميريز الحمض النووي لديه وظيفة التدقيق اللغوي.

10) أي من العبارات التالية يصف بشكل أفضل إنهاء النسخ في بدائيات النوى؟
أ) ينسخ بوليميراز الحمض النووي الريبي من خلال إشارة عديد الأدينيل ، مما يتسبب في ارتباط البروتينات بالنسخة وتقطيعها خالية من البوليميراز.
ب) RNA polymerase ينسخ من خلال تسلسل المنهي ، مما يتسبب في انفصال البوليميراز عن الحمض النووي وإطلاق النسخة.
ج) بوليميراز الحمض النووي الريبي ينسخ من خلال intron ، وتتسبب snRNPs في تخلي البوليميراز عن النسخة.
د) بمجرد بدء النسخ ، يتم نسخ بوليميراز الحمض النووي الريبي حتى تصل إلى نهاية الكروموسوم.
هـ) ينتسخ بوليميراز الحمض النووي الريبي من خلال كودون توقف ، مما يتسبب في توقف البوليميراز عن التقدم عبر الجين وإطلاق الرنا المرسال.

11) أي مما يلي لا يحدث في التعبير الجيني بدائية النواة ، ولكنه يحدث في التعبير الجيني حقيقي النواة؟
أ) يتم نسخ mRNA و tRNA و rRNA.
ب) يرتبط بوليميراز الحمض النووي الريبي بالمروج.
ج) يضاف ذيل poly-A إلى الطرف 3 من mRNA ويضاف غطاء إلى الطرف 5.
د) يمكن أن يبدأ النسخ بمجرد أن تبدأ الترجمة ولو قليلاً.
هـ) يتطلب بوليميراز الحمض النووي الريبي مادة أولية لإطالة الجزيء.

12) يتكون بوليميراز الحمض النووي الريبي في بدائيات النوى من عدة وحدات فرعية. معظم هذه الوحدات الفرعية هي نفسها بالنسبة لنسخ أي جين ، ولكن يختلف نوع واحد ، يُعرف باسم سيجما ، بشكل كبير. أي مما يلي هو الميزة الأكثر احتمالا للكائن الحي لتبديل سيغما؟
أ) قد يسمح لعملية النسخ بالاختلاف من خلية إلى أخرى.
ب) قد يسمح للبوليميراز بالتعرف على محفزات مختلفة في ظل ظروف بيئية معينة.
ج) يمكن أن يسمح للبوليميراز بالتفاعل بشكل مختلف مع كل كودون توقف.
د) يمكن أن يسمح للوحدات الريبوسومية الفرعية بالتجمع بمعدلات أسرع.
ه) يمكن أن يغير معدل الترجمة وربط exon.

13) أي مما يلي هو دالة في تسلسل إشارة poly-A؟
أ) يضيف ذيل poly-A إلى الطرف 3 من mRNA.
ب) يرمز لتسلسل في نصوص حقيقية النواة التي تشير إلى الانقسام الأنزيمي

10-35 نيوكليوتيدات بعيدًا.
ج) يسمح لنهاية 3 'من الرنا المرسال أن تعلق على الريبوسوم.
د) هو تسلسل يرمز للتحلل المائي لبوليميراز الحمض النووي الريبي.
هـ) يضيف غطاء 7-methylguanosine إلى 3 'نهاية mRNA.

14) يوجد في حقيقيات النوى عدة أنواع مختلفة من بوليميراز الحمض النووي الريبي. أي نوع يشارك في نسخ mRNA لبروتين غلوبين؟
أ) يجاز
ب) بوليميراز الحمض النووي الريبي أنا
ج) بوليميراز الحمض النووي الريبي الثاني
د) بوليميراز الحمض النووي الريبي الثالث
ه) بريماز

15) يتطلب النسخ في حقيقيات النوى أيًا مما يلي بالإضافة إلى بوليميريز RNA؟
أ) منتج بروتين المروج
ب) بدء وإيقاف الكودونات
ج) الريبوسومات و tRNA
د) العديد من عوامل النسخ (TFs)
ه) aminoacyl synthetase

16) يقال إن جزءًا من المروج ، يسمى صندوق TATA ، محفوظ للغاية في التطور. أي مما يلي قد يوضح؟
أ) التسلسل يتطور بسرعة كبيرة.
ب) التسلسل لا يتغير.
ج) يتم تحديد أي طفرة في التسلسل مقابل.
د) تم العثور على التسلسل في العديد من المروجين وليس كلهم.
هـ) يتم نسخ التسلسل في بداية كل جين.

17) تم العثور على تسلسل TATA فقط عدة نيوكليوتيدات بعيدًا عن موقع بدء النسخ. هذا على الأرجح يتعلق بأي مما يلي؟
أ) عدد الروابط الهيدروجينية بين A و T في DNA
ب) الطبيعة الثلاثية للكودون
ج) قدرة هذا التسلسل على الارتباط بموقع البداية
د) الالتفاف الفائق للحمض النووي بالقرب من موقع البدء
ه) الشكل ثلاثي الأبعاد لجزيء DNA

18) ما هو الريبوزيم؟
أ) إنزيم يستخدم الحمض النووي الريبي كركيزة
ب) الحمض النووي الريبي مع النشاط الأنزيمي
ج) إنزيم يحفز الارتباط بين الوحدات الفرعية الريبوسومية الكبيرة والصغيرة
د) إنزيم يصنع الحمض النووي الريبي كجزء من عملية النسخ
هـ) إنزيم يصنع مواد أولية من الحمض النووي الريبي أثناء تكاثر الحمض النووي

19) قد تستخدم وحدة النسخ التي يبلغ طولها 8000 نيوكليوتيد 1200 نيوكليوتيد لصنع بروتين يتكون من حوالي 400 حمض أميني. وأفضل تفسير لذلك هو حقيقة أن
أ) توجد العديد من الامتدادات غير المشفرة من النيوكليوتيدات في الرنا المرسال.
ب) وجود التكرار والغموض في الشفرة الوراثية.
ج) هناك حاجة إلى العديد من النيوكليوتيدات لترميز كل حمض أميني.
د) تنكسر النيوكليوتيدات وتضيع أثناء عملية النسخ.
ه) هناك exons إنهاء بالقرب من بداية mRNA.


قبل أن تبدأ: تنظيم الترجمة في 5 ′ UTR

يلعب تنظيم الترجمة أدوارًا مهمة في كل من الظروف الفسيولوجية الطبيعية وحالات الأمراض. تتطلب هذه اللائحة عناصر منظمة رابطة الدول المستقلة الموجودة في الغالب في 5 ′ و 3 UTRs وعوامل عبر التنظيم (على سبيل المثال ، بروتينات ربط RNA (RBPs)) التي تتعرف على ميزات معينة من RNA وتتفاعل مع آلية الترجمة لتعديل نشاطها. في هذه الورقة ، نناقش الجوانب المهمة للتنظيم بوساطة 5-UTR من خلال تقديم نظرة عامة على خصائص ووظيفة العناصر الرئيسية الموجودة في هذه المنطقة ، مثل uORF (إطار القراءة المفتوح المنبع) ، والهياكل الثانوية ، وزخارف ربط RBPs والآليات المختلفة لتنظيم الترجمة وتأثيرها على التعبير الجيني وصحة الإنسان عند تحريرها.

1. لائحة الترجمة

يمكن تعديل التعبير الجيني على مستويات متعددة من تعديل الكروماتين إلى ترجمة mRNA. على الرغم من أهمية تنظيم النسخ ، فمن الواضح في هذه المرحلة أنه لا يمكن استخدام مستويات الرنا المرسال كمعامل وحيد لتبرير محتوى البروتين في الخلية. في الواقع ، في دراسة حديثة من مختبرنا ، قررنا أن هناك علاقة مباشرة بين الرنا المرسال والبروتين لأقل من ثلث الجينات التي تم تحليلها في خط الخلية البشرية. علاوة على ذلك ، اقترح تحليلنا أن تنظيم الترجمة يساهم بشكل كبير في تباين البروتين حيث أن العديد من المعلمات المتعلقة بالترجمة مثل 5 ′ UTR و 3 UTR وطول تسلسل الترميز ووجود uORFs وتكوين الأحماض الأمينية وما إلى ذلك أظهرت ارتباطات جيدة مع المتحصل عليه نسب مرنا / بروتين [1]. يعمل تنظيم الترجمة كمفتاح مهم عندما تكون التغييرات السريعة في التعبير الجيني مطلوبة استجابةً للمحفزات الداخلية والخارجية (PDGF2 ، VEGF ، TGFβ هي أمثلة على الجينات التي يتم التحكم فيها بهذه الطريقة). يلعب تنظيم الترجمة أيضًا دورًا مهمًا أثناء التطوير وتمايز الخلايا عن طريق تغيير مستويات التعبير عن مجموعات فرعية معينة من الرنا المرسال خلال فترة زمنية معينة بينما تظل غالبية النصوص دون تغيير (تمت مراجعتها في [2-4]).

في هذه الورقة ، سوف نركز على أهمية التنظيم بوساطة 5-UTR والعناصر الوظيفية المختلفة الموجودة في هذه المنطقة باستثناء IRES التي تمت مناقشتها في مقال مختلف من هذه المشكلة. العناصر التنظيمية الرئيسية في 5 ′ UTR هي الهياكل الثانوية (بما في ذلك IRES) ، ومواقع الربط لبروتينات ربط الحمض النووي الريبي ، و uAUGs و uORFs (الشكل 1).


2. 5 ′ UTR

متوسط ​​طول 5 ′ UTRs هو

220 نيوكليوتيد عبر الأنواع [5]. في الفقاريات ، تميل 5-UTRs إلى أن تكون أطول في النصوص التي ترميز عوامل النسخ ، والجينات البروتونية ، وعوامل النمو ومستقبلاتها ، والبروتينات التي تتم ترجمتها بشكل سيء في ظل الظروف العادية [6]. يعد المحتوى العالي من GC أيضًا ميزة محفوظة ، مع قيم تتجاوز 60 ٪ في حالة الفقاريات ذوات الدم الحار. في سياق هياكل دبوس الشعر ، يمكن أن يؤثر محتوى GC على كفاءة ترجمة البروتين بشكل مستقل عن الاستقرار الحراري لدبابيس الشعر وموضع منعطف الشعر [7]. تعرض UTRs من mRNAs حقيقية النواة أيضًا مجموعة متنوعة من التكرارات التي تتضمن عناصر متقطعة قصيرة وطويلة (SINEs و LINEs ، على التوالي) ، وتكرارات التسلسل البسيط (SSR) ، والسواتل الصغيرة ، والسواتل الكبيرة [5].

يتطلب بدء الترجمة في حقيقيات النوى توظيف وحدات فرعية ريبوسومية في هيكل غطاء 5 ميكرومتر 7 جي. يقع رمز البدء عمومًا في اتجاه مجرى النهر ، مما يتطلب حركة الريبوسوم إلى هذا الموقع. يبدو أن هذه الحركة غير خطية بالنسبة لبعض الرنا المرسال (على سبيل المثال ، يبدو أن الوحدات الفرعية الريبوسومية تتجاوز (تحويل) مقاطع من 5 ′ UTR أثناء تحركها في اتجاه AUG). يمكن أن يسمح التحويل بترجمة mRNAs التي تحتوي على uAUGs أو هياكل دبوس الشعر بكفاءة. يتم توفير أمثلة مهمة من قبل فيروس الموزاييك القرنبيط [8] والفيروس الغدي [9] mRNAs. آلية التحويل الريبوسومي معقدة نوعًا ما تتطلب الاقتران بقاعدة mRNA-rRNA [10].

الجينات التي تقدم اختلافات في 5 UTR من نصوصها شائعة نسبيًا. 10-18٪ من الجينات تعبر عن بديل 5 UTR باستخدام معززات متعددة [11 ، 12] بينما يُقدر أن التضفير البديل داخل UTRs يؤثر على 13٪ من الجينات في نسخة الثدييات [13]. يمكن أن تعمل هذه الاختلافات في 5 ′ UTR كمفاتيح مهمة لتنظيم التعبير الجيني. يتم تقديم مثالين مهمين من الجينات المرتبطة بالسرطان BRCA1 (سرطان الثدي 1) و TGF-β (تحويل عامل النمو β). BRCA1 هو مثبط للورم ، يتطور بشكل متكرر في سرطان الثدي مع وظائف في دورة الخلية ، وموت الخلايا المبرمج ، وإصلاح تلف الحمض النووي. ينتج BRAC1 نسختين مختلفتين مستمدة من مروجين مختلفين ، وبالتالي يعرضان الاختلافات في 5 ′ UTR. يتم التعبير عن نسخة أقصر في أنسجة الثدي السرطانية وغير السرطانية وترجمتها بكفاءة ، بينما يتم التعبير عن النص الأطول في الغالب في سرطانات الثدي. يؤثر وجود العديد من مجموعات uAUG والبنية الأكثر تعقيدًا بشكل كبير على ترجمة هذا النص الأطول. يؤدي هذا إلى انخفاض إجمالي في مستويات BRAC1 في الخلايا السرطانية ، مما يؤدي إلى تخفيف تثبيط النمو [14]. TGF-β is implicated in a large number of processes that include cell proliferation, migration, wound repair, development, tumorigenesis and immunosuppression. There are three known isoforms: β1, β2, and β3. TGF-β3 produces two alternative transcripts: a 3.5 kb transcript with a very long 5′ UTR (1.1 kb) and a 2.6 kb transcript with a shorter 5′ UTR (0.23 kb). The presence of 11 uORFs in the longer transcript dramatically inhibits its translation while the shorter transcript is efficiently translated [15, 16].

3. Regulation by Secondary Structure

Secondary structures can function as major regulatory tools in 5′ UTRs. A correlation with gene function has been suggested secondary structures have been determined to be particularly prevalent among mRNAs encoding transcription factors, protooncogenes, growth factors, and their receptors and proteins poorly translated under normal conditions. >90% of transcripts in these classes have 5′ UTRs containing stable secondary structures with average free energies less than −50 kcal/mol. 60% of these stable secondary structures are positioned very close to the cap structure [6]. These structures are very effective in inhibiting translation. In fact, a hairpin situated close to the cap with a free energy of −30 kcal/mol would be sufficient to block the access of the preinitiation complex to the mRNA. When located further away in the 5′ UTR, hairpins require a free energy stronger than −50 kcal/mol to be able to block translation [17, 18]. Stable secondary structure can resist the unwinding activity of the helicase elF4A. This effect can be overcome partially by the overexpression of elF4A in partnership with elF4B [19]. mRNAs with a highly structured 5′ UTR like proto-oncogenes and other growth factors use cap-dependent translation initiation. Not surprisingly, the overexpression of components of the translation initiation machinery including elf4E has been linked to tumorigenesis (reviewed in [18, 20]).

The gene TGF-β1 provides a good example of translation inhibition mediated by secondary structure [21, 22]. An evolutionary conserved motif in the 5′ UTR forms a stable stem loop. However, this structure by itself is not sufficient to block translation. Translation repression of TGF-β1 depends on increased binding of the RNA binding protein YB-1 to the TGF-β1 transcript [23]. It was then proposed that YB-1 binds the 5′ UTR of TGF-β1 with high affinity thanks to its GC content and cooperates with the stem loop to inhibit TGF-β1 translation by facilitating duplex formation [24].

4. Regulation by RNA Binding Proteins

The human genome is predicted to encode circa 1,000 RNA binding proteins (RBPs) with a large percentage of them implicated in translation. They could be categorized into two main groups: RBPs that are part of the basic translation machinery and required for the translation of all expressed mRNAs (examples: PABPI, elf4E) and RBPs that function in a more selective way by controlling either positively or negatively the levels of translation of specific target mRNAs (examples: HuR, Musashi1). Regarding this later group, it has been observed that RBPs can use distinct mechanisms to increase or inhibit translation. Although several exceptions are known, it can be said that RBPs often recognize specific motifs in UTRs and interact with the translation machinery to control expression. Interference with translation normally takes place during the initiation step (reviewed in [25]).

The best characterized example of RBP-mediated regulation involving 5′ UTRs is provided by the iron regulatory proteins (IRP 1 and 2). These proteins recognize a highly conserved stem loop structure with circa 30 nucleotides, known as the iron response element (IRE). The most important features include a hexanucleotide loop with the sequence CAGYCX (Y = U or A X = U, C, or A) and a 5 bp upper stem that is separated from a lower stem of variable length by an unpaired cytosine. This regulation is crucial in maintaining cellular iron homeostasis as a large number of mRNAs connected to iron storage and metabolism including ferritin, mitochondrial aconitase, succinate dehydrogenase-iron protein, erythroid 5-aminolevulinate synthetase (eALAS), and an iron-exportin molecule named ferroportin (FPN1) have their expression modulated by this system. When cellular iron levels are low, IRP1 and IRP2 bind the IRE and block translation of the downstream ORF. When intracellular iron levels are high, the RNA binding activity of both IRPs is reduced (Figure 2(a)). IREs tend to be positioned close to the cap, which causes a steric inhibition of the binding of 40S ribosomal subunits to the transcript. When located distant to the cap, rather than affecting 40S recruitment, the IRE-IRP complex blocks ribosomal scanning (reviewed in [26]). An interesting bypass of the IRE/IRP mechanism can be observed in iron-starved duodenal and erythroid precursor cells. An upstream promoter is used to generate FPN1 pre-mRNAs containing one more exon that is connected by alternative splicing to a splice acceptor in the 3′ of the IRE. A mature FPN1 transcript containing the same open reading frame is generated however, the 5′ UTR does not contain the IRE [27]. Therefore, these cells express the alternative FPN1 isoform in an iron-independent manner [27, 28]. Mutations affecting IREs can lead to diseases. This is the case of hereditary hyperferritinemia-cataract syndrome (HHCS), a genetic autosomal dominant disorder in which aggregation and crystallization of ferritin in the lens leads to bilateral cataracts [29].


(أ)
(ب)
(أ)
(ب) Translational regulation by RNA binding proteins. (a) In iron-deficient cells, IRPs bind to the IRE localized in the 5′ UTR of ferritin mRNA, blocking its translation. Once cellular iron levels increase, a complex containing Fe binds to IRPs. Thus, these proteins are allosterically modified, which reduces IRP-IRE binding and allows the translation of ferritin mRNAs. (ب) msl-2 gene regulation in females flies. After transcription in the nucleus, SXL specifically binds to intronic U-rich regions of msl-2 pre-mRNA and inhibits the intron removal (1). In the cytoplasm, SXL binds to the same elements localized now in the 5′ UTR of mature msl-2 mRNA, enhances the translation initiation of a upstream ORF (2), and prevents the main ORF translation (3). The regulatory elements in the 3′ UTR of msl-2 mRNA were not represented.

RBP-mediated regulation can be very elaborate and involve multiple steps. One good example showing the crosstalk between factors and distinct regulatory processes is the male-specific-lethal 2 (msl-2) gene in ذبابة الفاكهة, a main player in dosage compensation. The female-specific RNA binding protein sex lethal (SXL) participates in multiple aspects of msl-2 regulation where msl-2 expression must be prevented (Figure 2(b)). Regulation starts at the splicing level SXL binds to two polyU stretches located in an intron that is part of the 5′ UTR. This process causes intron retention and preserves critical sequences that later will be used in translation regulation [30, 31]. In the cytoplasm, the same SXL protein will function as a translation repressor of msl-2 in two distinct mechanisms taking place at the 3′ and 5′ UTR [32]. SXL binds U-rich sequences in the 3′ UTR and recruits the corepressor protein UNR (upstream of N-ras) and PABP blocking the recruitment of the pre-initiation complex to the 5′ end of the mRNA [33–35]. To assure that msl-2 gets fully repressed, a second regulatory step also mediated by SXL takes place at the 5′ UTR. This repression involves a novel regulatory mechanism where crosstalk between SXL and a uORF takes place to efficiently repress translation [36]. The 5′ UTR of msl-2 contains 3 uORFs but only the 3rd one is involved in the repression. Interestingly, this repression is very weak in the absence of SXL (

2-fold), but when present, SXL binds a poly U stretch a few nucleotides away from the uAUG and increases this repression to more than 14-fold. SXL acts by boosting translation initiation at the uAUG and not by acting as a simple steric arrest of scanning ribosomes. This effect may take place via an interaction between SXL and translation initiation factors possibly members of elF3 component as indicated by a two-hybrid screening. This mechanism potentially affects a large number of mRNAs 268 transcripts in ذبابة الفاكهة were determined to contain SXL binding motifs associated with uAUG spaced at an appropriate distance. For instance, a reporter construct containing the 5′UTR of the gene Irr47 was repressed

RBPs can have antagonistic functions when regulating translation. An interesting example is the regulation of p21 in the context of replicative senescence, a cellular state where cells enter an irreversible growth arrest. Induction of p21 is required to initiate the process, and to inhibit cdk2-cyclin E complexes. The 5′ UTR of p21 contains a GC-rich sequence that forms a stem loop. This element is recognized by two RBPs with distinct properties: CUGBP1 and calreticulin (CRT). Competition between the two proteins determines final levels of p21 expression and establishes if cells will proliferate or undergo growth arrest and senescence. Binding of CUGBP1 to p21 mRNA is dramatically increased in senescence compared to young fibroblast cells. Protein levels do not change during the process and this increase in activity is due to phosphorylation. On the other hand, CRT IPs showed a four-to-fivefold reduction of activity in senescence cells due to a decrease in expression. Both proteins were shown to affect p21 translation. However, while CUGBP1 functions as an activator, CRT acts as a repressor. Since the two proteins have opposing activity in senescent cells, they were examined to see if they compete for interaction with p21 mRNA and to control its translation. Increasing amounts of one protein were able to reverse the binding of the other protein to p21 mRNA and its effect on translation affinity to the binding site is rather different as CUGBP1 had to be present in the binding reactions at a four-to-eightfold molar excess to CRT to antagonize its binding to p21 mRNA and impact its translation [37].

5. Regulation by uORFs and Upstream AUGs

uORFs and uAUGs are major regulatory elements in 5′ UTRs. As their names suggest, uORFs are sequences defined by a start and stop codons upstream of the main coding region while uAUGs are start codons without an in-frame downstream stop codon located upstream of the main coding region. A large percentage of the human transcriptome contains uORF and/or uAUGs, with values ranging between 44 and 49% [38, 39]. Similar numbers are found in the mouse transcriptome. Although these numbers might sound high, both uORFs and uAUGs are less frequent than expected by chance, suggesting that they are under selective pressure. uORFs and uAUG are overrepresented in particular subgroups like transcription factors, growth factors, and their receptors and proto-oncogenes [6]. Both uORFs and uAUGs are extremely diverse varying in position in relation to the cap and main AUG, number per transcript and length (in the case of uORFs) [38]. Supplementary Table 1 (in Supplementary Material available online at http://dx.doi.org/10.1155/2012/475731) provides a comprehensive list of uORFs and uAUGs present in the human transcriptome. uORFs and uAUGs have not been extensively analyzed in terms of conservation. A pilot study done with a subset of human, mouse, and rat transcripts indicated that both elements are moderately conserved as 38% of uORFs and 24% of uAUGs were determined to be conserved among three species [39]. The modest conservation of uORFs combined with the fact that their average length (20 nucleotides) is expected by chance and uAUGs provide a stronger suppression in comparison to uORFs suggests that many uAUGs have been neutralized in the process of evolution by the acquisition of a downstream stop codon. It has been proposed then that only a few uORFs, very likely the conserved ones, have been recruited for expression regulation [39]. In yeast, it has been shown that uORFs are statistically underrepresented in 5′ UTRs and were removed by selective pressure, indicating similarly that the remaining uORFs may be implicated in translation regulation [40].

Although, overall it has been suggested that uORFs are negatively correlated with protein production [1, 38, 41] until now, functional activity has been demonstrated for only a limited number of uORFs and uAUGs. In Figure 3, we show examples of the impact uAUGs can have on translation efficiency. Among the most relevant features that can contribute to functionality are long 5′ cap-to-uORF distance, sequence conservation, context in which the AUG is located, strength of the initiation site for the ORF, length of the uORF, and number of AUGs in the 5′ UTR [38, 42]. Different outcomes have been observed when a ribosome encounters a uAUG or uORF [43]. Since the number of characterized events is still small, it is hard to define general mechanisms we describe then a few well-characterized and relevant events. Leaky scanning is defined when a proportion of the scanning complexes bypass the uAUG or uORF and continue scanning for the next AUG. In this case, the upstream AUG acts as a “decoy” from the ORF AUG, functioning as a negative regulator of translation at least for some fraction of ribosomes. The production of cis-acting peptides by uORFs can reduce the initiation of translation of the downstream ORF by stalling the ribosome at the end of the uORF [44]. A classical example is provided by the evolutionarily conserved eukaryotic arginine attenuator peptide (AAP), that negatively controls the translation of proteins involved in the من جديد fungal arginine biosynthesis in high arginine concentration [45]. In this scenario, arginine changes AAP conformation and/or P site environment causing ribosomal stalling at the termination codon of AAP uORF [46, 47]. AAP also reduces translation elongation by ribosome stalling when the uORF is inserted within an encoding sequence [48]. Another classical example of uORF-mediated regulation comes from yeast. Four uORFs are present in the 5′ UTR of the transcription factor GCN4. The first of the four uORFs is always efficiently translated regardless of the nutritional conditions. In unperturbed cells, rapid reloading of ribosomes and initiation cofactors allow translation of uORFs 2–4 while inhibiting the translation of the main ORF. In situations of amino acid starvation, initiation factors are scarce, resulting in a decelerated reloading of ribosomes and scanning across the sequences containing the uORFs. A functional initiation complex is reassembled only at the main coding sequence and GCN4 expressed. This mechanism allows a fast response to nutritional stress [49, 50]. Another similar example of regulated expression via uORF is the Carnitine Palmitoyltransferase 1C (CPT1C) gene. CPT1C regulates metabolism in the brain in situations of energy surplus. The presence of uORF in the 5′ UTR represses the expression of the ORF. However, this repression is relieved in response to specific stress stimuli like glucose depravation and palmitate-BSA treatment [51]. It has been suggested that uORFs can also induce mRNA degradation. A series of 5′ UTR constructs containing as a reporter the cat gene from the bacterial transposon Tn9 was tested in yeast. A single nucleotide substitution was used to create a 7-codon ORF upstream of the cat gene. The uORF was translated efficiently and caused translation inhibition of the cat ORF and destabilization of the cat mRNA [52]. A connection between uORFs and mRNA decay was also suggested based on a comparison between average levels of expression of uORF-containing and non-uORF-containing transcripts [41].


(أ)
(ب)
(أ)
(ب)

3′-UTR of mRNA and associated diseases

ال رابطة الدول المستقلة-regulatory elements in the 3′-UTRs of mRNAs which influence translation and cause diseases are briefly discussed here. miRNAs (microRNAs) also regulate the translation of many mRNAs and their dysregulation often leads to various diseases. However, a detailed discussion on miRNAs is beyond the scope of this review. The readers may refer to the following reviews for further details: Esquela-Kerscher and Slack ( 2006 ), De Silanes et al. ( 2007 ) and Soifer et al. ( 2007 ).

The 3′-UTR plays an important role in the translation, localization and stability of the mRNA. Research on the pathophysiology of diseases and mutations affecting the functionality of the 3′-UTR is still sparse. However, the available data do suggest that this mRNA region, which is often neglected during the genetic screening of disease-associated candidate genes, plays an important role in various diseases and disease progression (Conne et al., 2000 ). Mutations affecting the termination codon, polyadenylation signal and secondary structure of 3′-UTR of mRNA can cause translation de-regulation and disease. The available information does suggest an association between the mutations in 3′-UTR and diseases however, this association needs to be confirmed independently. Here, we briefly describe some characteristic mutations at the 3′-UTR associated with various diseases.

Mutations that affect the termination codon and cause diseases

Alterations in the length of the 3′-UTR due to perturbations in the position of the physiological termination codon influence the translation of mRNA. PTCs increase the length of the 3′-UTR, whereas delayed stop codons reduce its length, thus changing the length of the translated polypeptide. In-frame nonsense mutation leads to premature translation termination and formation of truncated polypeptides. Such variants are often involved in metabolic dysfunctions and pathogenesis of diseases.

EBS (epidermolysis bullosa simplex) is an autosomal dominant inherited blistering skin disease, which is commonly known as keratin disease. Keratin is the main structural protein in the epidermis and point mutations in the keratin gene KRT14 أو KRT5 cause this disease in most cases. الطفرات في KRT5 أو KRT14 that produce PTCs have also been reported in several cases (Muller et al., 1999 Gu et al., 2002 ). A novel type of EBS has been reported this type of EBS is caused by a deletion mutation in the keratin gene, which leads to a frameshift and delayed stop codon. This disease is characterized by migratory circinate erythema and multiple vesicles on the circular belt-like areas affected by erythema. A mutation, 1649delG, produces mutant K5 (keratin 5) protein with a frameshift of its terminal 41 amino acids, and this protein is 35 amino acids longer than the wild-type K5 protein due to a delayed termination codon. This elongated mutant K5 protein might interfere with the functions of the wild-type K5 protein or its associated proteins (Gu et al., 2003 ).

Aniridia is a genetic disease characterized by the complete or partial loss of the iris and other anomalies. It is a developmental disorder characterized by malfunction of PAX6 (paired box 6), a gene involved in the development of eyes. A wide range of mutations are associated with this disease. Here, we discuss only the mutations that affect the termination codon. Nonsense mutations that give rise to PTCs have been reported in aniridia patients (Chao et al., 2000 , 2003 ). Further, a mutation in the physiological stop codon (TAA→TTA), which leads to a run-on into the 3′-UTR, has also been reported to be associated with this disease. This mutation introduces a missense leucine and a short stretch of bulky lysine residues in the highly conserved C-terminal domain. This mutant protein probably interferes with normal PAX6 function (Chao et al., 2003 ). As discussed above, PTCs lead to several inherited diseases, including cystic fibrosis and DMD. Drugs such as PTC124 may be helpful in treating diseases caused by PTCs.

Mutations that affect polyadenylation signal and cause diseases

The polyadenylation signal is a sequence motif (AAUAAA) recognized by RNA-binding factors. This motif is highly conserved and is essential for transcriptional termination and efficient polyadenylation of mRNAs. Human diseases resulting from mutations in polyadenylation signals are rare. Here, we describe two diseases associated with mutations in the polyadenylation signal.

The abolition of the canonical polyadenylation signal, which causes a read-through and reduced accumulation of α-haemoglobin, is related to HbH (haemoglobin H) disease. The clinical phenotype of HbH disease is heterogeneous, with mild-to-moderate microcytic, hypochromic anaemia. Some mutations in the polyadenylation signal, which are associated with this disease, are as follows: AATAAA→AATAAG (Higgs et al., 1983 ), AATAAA→AATGAA (Losekoot et al., 1991 ) and AUAAA→AAUA (Harteveld et al., 1994 ). Combination mutations (mutations affecting polyadenylation signal and wide deletion mutations) are also associated with this disease (Prior et al., 2007 ).

ال FOXP3 (forkhead box P3) gene encodes a transcription factor that is characterized by the forkhead domain. FOXP3 appears to function as the master regulator in the development and function of regulatory T-cells (Zhang and Zhou, 2007 ). Mutations in the FOXP3 gene were reported in patients with a fatal disease called IPEX (immune dysfunction, polyendocrinopathy and enteropathy, X-linked), which is characterized by dysfunction of regulatory T-cells and subsequent autoimmunity. Most of these reported mutations are located in the forkhead domain and are predicted to disrupt critical DNA protein interactions (Wildin et al., 2001 ). However, Bennett et al. ( 2001 ) reported a rare A→G transition within the first polyadenylation signal (AATAAA→AATGAA) after the stop codon which is associated with this disease. This mutation is predicted to cause non-specific degradation of the FOXP3 protein, which results in IPEX. Thus mutations in the polyadenylation signal are indeed associated with diseases.

Mutations that alter the secondary structure of 3′-UTR and cause diseases

The 3′-UTR is also characterized by secondary structures which play an important role in the interaction of mRNAs with the associated proteins. A perturbation in these structures due to an inherent change in the sequence alters its interaction with proteins. A study by Chen et al. ( 2006 ) on 83 disease-associated variants in the 3′-UTR of various human mRNAs revealed a correlation between the functionality of these variants and alterations in the predicted secondary structure (reviewed in Chen et al., 2006 ). Such studies emphasize the importance of this region in translational regulation. Here, we briefly describe two diseases associated with alterations in the secondary structure of the 3′-UTR of mRNAs.

GATA4 is a member of the family of proteins that bind to the GATA motif and is characterized by the presence of one or two zinc fingers. This transcription factor is associated with the septation defects of the human heart. The term CHD (congenital heart disease) refers to defects in the structure and function of the heart due to abnormal heart development during gestation. Many mutations in the GATA4 gene have been reported in families with CHD. Some of these mutations occur in the 3′-UTR of the GATA4 mRNA. These mutations are predicted to alter the secondary structure of mRNA and thus its localization and translation (Reamon-Buettner et al., 2007 ). In the example discussed above, a 1723 C→T transition in the 3′-UTR of TGF-β3 is also invariably associated with ARVC (Beffagna et al., 2005 ).


دعم المعلومات

S1 Text. S1–S3 Tables and supplemental experimental procedures.

الجدول S1. Primers used for qRT-PCR. Related to Figs. 4, 5 and 7. S2 Table. Select average mRNA half-life calculations using either actinomycin D transcriptional shut-offs (72 hpi) or metabolic labeling with 4-thio uridine (4sU) (120 hpi). Related to Figs. 4 and 5. The average of three independent experiments is reported for actinomycin D shut-offs average of two independent experiments is reported for metabolic labeling with 4sU. The fold change in mRNA half-life in mock vs HCV infected cells is shown in the ‘Fold change’ column. S3 Table. Fold increases in select mRNA abundances in HCV infected cells compared to mock infected cells as calculated by multiple methods. Related to Figs. 5 and 6. The average fold-change in mRNA abundances from three independent untreated RNA experiments using qRT-PCR analysis and two independent experiments using RNAseq.

S1 Fig. XRN1-mediated decay intermediates are not commonly observed during RNA degradation and XRN1 protein levels do not appreciably change in HCV or BVDV infections.

Related to Figs. 1 and 4. Panels A. A series of radiolabeled RNAs containing a 5’ monophosphate was incubated with recombinant XRN1 for 0, 30 or 60 seconds. Reaction products were analyzed on a 5% denaturing acrylamide gel. Panel B. XRN1 levels in Huh7.5 cells (left panel) or MDBK cells (right panel) were analyzed by western blotting during mock or either HCV (left) or BVDV (right) infection. Average XRN1 levels from three HCV infections +/− standard deviation relative to RPL19 control are shown. Tubulin (TUBA1A) was used as a loading control in the gel on the right (representative of blots from three independent infections).

S2 Fig. Validation of global RNAseq dataset.

Related to Fig. 5. Panel A. HCV and Mock infected Huh7.5 cells were subjected to 4sU labeling for one hour prior to harvest, then RNA was separated into 4sU labeled, unlabeled and total populations and subject to Illumina sequencing. Tophat2 mapped reads were categorized as intronic, coding sequence, intergenic, UTR or HCV using PicardTools CollectRNASeqMetrics function. Reads mapping to the HCV genome in infected samples accounted for ∼1% of all mapped reads. Error bars represent standard deviation. Panel B. Normalized log2 transformed sequencing data correlated highly and samples clustered together. Panel C. Changes in mRNA abundance correlate well with previously published HCV infections. A total of 612 differentially expressed mRNAs from Walters et al. [43] at time points from 24–120 hours were compared to mRNA abundance changes observed in Mock versus HCV infected samples at 120 hours.

S3 Fig. Comparison of the different HCV-derived 5’ UTRs used in the study.

Related to Figs. 1–6. Clustal Omega alignment [S9, S10] of the sequences of the 5’ UTRs of the three strains of HCV used in the study. JFH-1 is the wild-type HCV infectious virus used in Figs. 2D, 3A, 4, and 5. The H77 5’ UTR was cloned into pGEM-4 and peGFP-N1 vectors for Figs. 1, 2, and 3 and the Replicon was used for Fig. 2D. Note that the various 5’ UTRs are over 92.5% similar to each other (determined by the clustal 2.1 percent identity matrix).

S4 Fig. GSEA analysis of stabilized transcription factors.

Related to Figs. 5–7. MSigDB datasets defining mRNAs with binding sites matching a set of predicted binding motifs for the FOS and JUN heterodimer AP-1 (left panels) and MYC (right panels) were evaluated for correlation with rank ordered changes in mRNA abundance (top panels) and mRNA transcription rate (bottom panels).

S4 Table. Excel file with all half-lives and abundance data from global analysis of gene expression in HCV infections.


شاهد الفيديو: mRNA遺伝子新薬人体実験理由 (كانون الثاني 2022).